Д.Б. Васильев(а), М.Г. Маноян(б), Е.Ю. Дягилец(а)

(а)Московский зоопарк, отдел герпетологии, (б)ВГНКИ, лаборатория микозов

    Условно микозы разделяют на поверхностные (дерматомикозы) и глубокие (системные), и те и другие могут быть локальными и диссеминированными. У рептилий дерматомикозы встречаются значительно чаще, чем системные, может быть, от того, что они легче диагностируются. Из очагов поражения изолируют разнообразные грибковые условно-патогенные микроорганизмы, как правило, составляющие нормальную микобиоту кожи рептилий. Систематические исследования нормальной микобиоты рептилий проводили лишь немногие авторы. По данным Pare et al., (2003), убиквитарные виды грибов изолируются с кожи не менее чем у 80-95% клинически здоровых рептилий. При этом в изолятах доминируют такие виды мицелиальных и дрожжевых грибов, как Penicillium spp. (78% изолятов), Aspergillus spp. (69%), Paecilomyces (35%) с доминированием P. lilacinus (24%), различные виды Chrysosporium (суммарно 26%), Mucor sp. (19%), Chaetomium sp. (15%), Cladosporium sp. (14%), Acremonium spp. (13%), Malbranchea spp. (12%), Alternaria sp. (10%), Trichosporon spp. (9%), Fusarium spp. (4%). 

    Такое широкое распространение обычных сапрофитных видов грибов на коже здоровых рептилий и достаточно частое их выделение из локальных или диссеминированных очагов поражения свидетельствует об их участии в патологическом процессе скорее как оппортунистических патогенов у животных с нарушенным иммунным статусом. Прежде всего, это касается больших групп молодняка змей и ящериц, поступающих в зооторговые фирмы, а также старых животных, у которых отмечается возрастная инволюция лимфоидных органов. 

    По данным других исследований, у рептилий с диссеминированными дерматомикозами или системным грибковым заболеванием из очагов поражения чаще всего изолируют (в порядке частоты встречаемости) различные виды Aspergillus, Penicillium, Paecilomyces, Fusarium и Acremonium и реже различные виды зигомицет, таких как Mucor, Absidia, Rhizopus и Basidiobolus (Migaki et al., 1984). При этом состав кожной микобиоты рептилий достаточно четко коррелирует с обсемененностью субстрата, на котором они содержатся в неволе, и видовым составом почвенных сапрофитов (Schildger et al., 1991). У животных с нормальной иммунореактивностью подавляющее большинство грибов вызывает заболевание, только если контаминация кожи, ЖКТ или дыхательных путей животного спорами или вегетативными формами гриба многократно превышает норму. Чаще вначале поражается кожа или легкие с последующей генерализацией инфекции, хотя описаны случаи первичного поражения печени, селезенки и миокарда (Migaki et al., 1984).

    К числу первичных патогенов, вызывающих кожное заболевание у рептилий, относят лишь несколько видов. Такой гриб, как F. incarnatum, вызывает «сухой дерматит» панциря у свободно живущих и содержащихся в неволе сухопутных черепах. Поскольку у заболевших животных не смогли выявить каких-либо предрасполагающих к заболеванию факторов, вроде иммуносупрессии, данный вид гриба относят к первичным патогенам. Болезнь имеет хроническое течение и прогрессирует очень медленно, всегда захватывая только поверхностные ткани (Rose et al., 2001).

    Другой митоспоровый гриб, Chrysosporium keratinophilum, является анаморфной (бесполой) стадией гриба Nannizziopsis vriezii (в аббревиатуре CANV, Chrysosporium anamorph of N. vriezii). С инфекциями, обусловленными CANV, связывают эпизоотические вспышки диссеминированных дерматомикозов в коллекциях ящериц и змей Северной Америки, Австралии и Европы (Pare et al., 1997; Nichols et al., 1999; Vissiennon et al., 1999), а также у гребнистых крокодилов в Австралии (Thomas et al., 2002). Данный патоген изолировали из очагов поражения у африканских хамелеонов и бойг, мадагаскарских гекконов Phelsuma spp., королевского питона, маисового полоза, королевской змеи Lampropeltis triangulum, подвязочных ужей Thamnophis spp. (Pare et al., 2003). В нашей стране эта нозология пока не отмечена, но, учитывая зоонотический риск заболевания, следует во всех случаях диссеминированных дерматомикозов исключать CANV в качестве этиологического агента.
Хотя данный вид гриба является распространенным сапрофитом, исследования микобиоты кожи клинически здоровых рептилий показывают, что по сравнению с другими кератинофильными грибами этот патоген колонизирует кожу чешуйчатых рептилий сравнительно редко (выявляется не более чем в 0,8% изолятов). Это позволяет авторам (Pare et al., 2003) квалифицировать CANV как первичный патоген и трактовать обусловленные им вспышки заболевания практически как новую эмерджентную инфекцию. 

    Поскольку отличить диссеминированную грибковую инфекцию, обусловленную CANV, от микозов другой этиологии только по клиническим признакам невозможно, требуется изоляция патогена и выделение его в чистой культуре, а также верификация его участия в патогенезе на гистологическом уровне. CANV относится к циклогексимид-толерантным видам грибов и образует культуру на средах, содержащих этот фунгистатик. Однако, он не является термотолерантным, в отличие от других видов Chrysosporium или дерматофитов, и поэтому для его инкубации нужен температурный диапазон порядка 20-24°С (Pare et al., 2003). В культуре гриб образует «припудренные» колонии белого цвета, которые с внутренней стороны обычно более бледные или желтоватые и характеризуются утолщенными на одной стороне конидиями или артроконидиями (Pare et al., 1997). Похожие характеристики имеют и другие виды Chrysosporium, а также прочие кератинофильные грибы отряда Onygenales, такие как Malbranchea и Microsporum. Помимо культурального исследования, для верификации микоза, обусловленного CANV, необходимо гистологическое исследование образцов, взятых из пораженного очага. Нахождение артроконидий в тканях характеризует присутствие кератинофильных грибов отряда Onygenales и отличает эти патогены от других широко распространенных грибов, таких как Aspergillus или Paecilomyces, даже если они изолированы в культуре из воспалительного очага.

    Клиническая картина при диссеминированном дерматомикозе, патогенез и характер течения заболевания могут быть весьма сходными при микозах самой разной этиологии, и во многих случаях напоминают заболевание, обусловленное CANV.

    В последнее время мы регистрировали несколько таких заболеваний в группах ящериц, содержащихся у частных владельцев. Заболевания протекали в форме эпизоотических вспышек, причем животные были ввезены в коммерческих партиях за 1-3 месяца до инцидента. На ранней стадии болезни на коже образовывались отдельные пятна сероватого или коричневатого цвета, которые затем увеличивались и сливались. В дальнейшем эти очаги становились темными, струп утолщался и подвергался некрозу. Некроз нередко захватывал более глубокие слои дермы, мышц и иногда распространялся на кость. 

    В продвинутых стадиях заболевания поражались внутренние органы, чаще всего легкие, печень, стенка кишечника, средостение и миокард. В одном случае заболевание распространялось в группе зеленых игуан, Iguana iguana, всего пострадало 5 животных в возрасте около 11 месяцев. На вскрытии у павших ящериц обнаружили множественные гранулемные образования, откуда, как и из очагов дерматита, изолировали в чистой культуре гриб Paecilomyces lilacinus. На гистологическом уровне мицелий гриба выявили в тканях печени, легких, подкожной клетчатке и стенке миокарда. 

    В другом случае заболевание с очень похожим клиническим течением отмечали в группе плащеносных ящериц, Chlamydosaurus kingii. У павших животных из очагов поражения в чистой культуре выделили гриб Fusarium moniliformis, мицелий гриба был выявлен в печени, легких и подкожной клетчатке.
 

    Paecilomyces lilacinus вызывает системные микозы у чешуйчатых рептилий (Austwick, Keymer, 1981; Schildger et al., 1991), у черепах (Heard et al., 1986) и особенно у крокодилов (Austwick, Keymer, 1981; Maslen et al., 1988). Он совершенно толерантен к циклогексимиду и особенно хорошо развивается в теплой и влажной среде, включая кожу крокодилов и даже морских змей, таких как Laticauda colubrina (Thomas et al., 2002).

    Похожие экологические потребности имеют и различные виды Fusarium, которые легко выявляются в акватеррариумах, загрязненных пищевыми продуктами, особенно жирным мясом. Fusarium spp. способны вызывать глубокие микозы и диссеминированные дерматомикозы у самых разных видов рептилий (Austwick, Keymer, 1981; Frelier et al., 1985; Holz, Scolombe, 2000; Jacobson et al., 2000; Rose et al., 2001). Fusarium spp., в основном, такие виды как F. solani и F. oxysporum были выделены из очагов дерматита у тигрового питона (Jacobson, 1980), зеленой ящерицы; лучистой черепахи и крокодилового каймана (Migaki et al., 1984), морской черепахи Caretta caretta (Cabanes et al., 1997), из тканей глазного яблока у радужного удава (Zwart et al., 1973), и в случае пневмонии у американского аллигатора (Frelier et al., 1985). Системный микоз, обусловленный Fusarium sp., описан у коврового питона и черной ехидны (Holz, Scolombe, 2000). В ранних публикациях отмечали, что Fusarium не относится к патогенам, вызывающим системный микоз, но имеет тропизм к пораженному или некротизированному эпидермису (Austwick, Keymer, 1981; Reidarson et al., 1999).

    В описанных нами случаях причиной возникновения дерматитов у ящериц следует считать иммуносуппрессию, вызванную транспортными и адаптационными стрессами, скученным содержанием животных и, вероятно, избыточной влажностью воздуха. Вероятнее всего, поражение мягких тканей этими грибами происходит гематогенно из глубоких локальных очагов дерматита, вызывая окклюзию и тромбоз сосудов. Такой патогенез, по-видимому, характерен для любых диссеминированных дерматомикозов, обусловленных оппортунистическими грибковыми патогенами, что происходит и в случае системного аспергиллеза (Dungwoth, 1993). Вначале проникновение гриба в подкожную клетчатку вызывает локальный отек и пролиферативные изменения эпидермиса, а затем, с развитием ишемии – некроз и вовлечение в процесс более глубоких тканей. Глубокие очаги микозов и актиномикоза у рептилий связаны с формированием типичных гетерофильных гранулем, проникновение в которые даже эффективных лекарственных препаратов обычно затруднено. 

    Терапия. Терапия диссеминированных дерматомикозов, также как и системных микозов у рептилий, связана с рядом трудностей. Действие многих системных противогрибковых препаратов на рептилий остается не изученным даже in vitro, во всяком случае, эти данные очень скудны. Во-вторых, особенности строения кожи чешуйчатых рептилий, а также тенденция к формированию гранулем в случае глубоких микозов затрудняет контакт препарата с тканями-мишенями даже в случае эффективного действия на патоген in vitro. В связи с этим большое значение имеет по возможности специфическая противогрибковая терапия, основанная на данных антибиотикограммы, комплексное использование препаратов из разных фармакологических групп, сочетание консервативных методов с хирургическими и назначение длительных терапевтических курсов. Успех при терапии диссеминированных микозов рептилий наблюдается не ранее 2 месяцев постоянного применения препаратов (Jacobson, 1980), при этом, как правило, необходима хирургическая обработка всех доступных некротизированных очагов. Такие патогены, как CANV или Fusarium spp. являются одними из самых проблемных для системной фармакотерапии. Они устойчивы к большинству азолов, включая итраконазол, а также к амотерицину. Такие же данные приводят некоторые авторы и для штаммов, изолированных от рептилий (Cabanes et al., 1997; Stoskopf, 1993). В описанных нами случаях изолированные в культуре Paecilomyces lilacinus и Fusarium moniliformis показали хорошую чувствительность in vitro только к тербинафину и умеренную – к нистатину и амфотерицину В.

    Тербинафин, а также аллиламины для местного применения (аморолфин и бутенафин), обладают свойством накапливаться в кератиновом слое, достигая высоких концентраций, долго сохраняющихся выше МИК большинства патогенов (Сергеев и др., 2003). Их редко используют в ветеринарии, хотя применение аллиламинов для рептилий при диссеминированных дерматомикозах, учитывая особенности строения их кожи, могло бы быть весьма перспективным. Они менее токсичны, чем азолы, поэтому тербинафин можно было бы использовать как альтернативу этой группе препаратов при системной терапии микозов. Механизм действия аллиламинов и азолов отличается, поэтому комбинированная терапия препаратами обеих групп может быть более эффективной. К сожалению, никаких сведений о системном применении тербинафина для рептилий в литературе нет. В двух описанных случаях эпизоотических вспышек дерматомикоза в группе зеленых игуан и плащеносных ящериц мы применяли тербинафин по показаниям. До получения данных культурального исследования мы начали эмпирическую терапию кетоконазолом и байтрилом, не оказавшую никакого эффекта в течение 2 недель. После получения данных культурального исследования терапию начали с оральных доз по 20 мг/кг тербинафина ежедневно. Через 2 суток состояние оставшихся в живых ящериц резко ухудшилось, и наиболее слабое животное пало. Курс прервали и через 10 дней возобновили в дозе 10 мг/кг. Общее состояние ящериц снова стало ухудшаться в следующие 5 дней терапии. Симптомы включали вялость и анорексию. Однако состояние кожи значительно улучшилось: открытые очаги стали эпителизироваться, а пустулы уменьшились в размерах и локализовались. Дозу понизили до 5 мг/кг и курсы стали повторять короткими импульсами – по 3-4 дня с интервалом в 7 дней. Параллельно проводили интенсивную поддерживающую терапию и искусственное кормление. Состояние животных стабилизировалось через 3 недели, и они начали брать корм. Локализованные пустулы оставались в нескольких местах, наиболее крупные удалили с помощью холодноплазменного ножа. Состояние оставшихся в живых ящериц полностью нормализовалось только после 7 недель терапии. 

Препарат  Схема применения Комментарии  Автор
Амфотерицин В  0,5-1 мг/кг, каждые 2472 ч, в/в, и/ц, 2-4 недели Большинство видов, аспергиллез Divers, 1998
  1 мг/кг, в разведении водой 1:10, каждые 24 ч, интраторакально, 2-4 недели Легочный аспергиллез Jenkins, 1991
  0,5 мг/кг, каждые 4872 ч, в/в, 2-4 недели  В комбинации с кетоконазолом Frye, 1994
  5 мг/150 мл раствора, каждые 12 ч, ингаляция Большинство видов, пневмония Jacobson, 1993
Гризеофульвин  20-40 мг/кг, каждые 72 ч, п/о, 2 недели Большинство видов Rossi, 1995
Итраконазол  23,5 мг/кг, каждые 24 ч, п/о Шипохвостые игуаны Gamble et al., 1997
  5-10 мг/кг, каждые 24 ч, п/о,3 дня, затем каждые 48 ч Большинство видов  Johnson, 2004 Васильев, Маноян, неопубл.
Кетоконазол (низорал) 15-30 мг/кг, каждые 24 ч, п/о Большинство видов Page et al., 1991
  25 мг/кг, каждые 24 ч, п/о, 2-4 недели Змеи, черепахи Jacobson, 1993
  20 мг/кг, каждые 24 ч, первые 3 дня, затем каждые 48 ч, п/о, 2-4 недели Хамелеоны  Васильев, неопубл.
  50 мг/кг, каждые 24 ч, п/о, 2-4 недели Крокодилы  Stein, 1996
  Нистатин 100000 МЕ/кг, каждые 24 ч, п/о, 5-10 дней  Большинство видов, профилактика суперинфекции Jacobson, 1993
Тербинафин (ламизил)  5 мг/кг, каждые 24 ч, 5 дней, повторять курсы каждые 7 дней, п/о Ящерицы  Васильев, Маноян, неопубл.
Флуконазол  5 мг/кг, каждые 24 ч, п/о Ящерицы  Wissman, Parsons, 1993

   Данные о фармакокинетике и токсичности большинства противогрибковых препаратов системного действия для рептилий ограничиваются только несколькими отдельными исследованиями, касающимися 1-2 видов животных. Поэтому имеет ценность любая информация, даже полученная эмпирическим путем. Учитывая, что терапевтический эффект при применении системных антимикотиков обычно доза-зависимый, нужно хотя бы установить высшие безопасные дозы для этих препаратов. Для некоторых из них, как, например, для итраконазола, в медицинской практике можно было бы использовать пульс-терапию. В таблице 1 приводятся рекомендации по применению некоторых противогрибковых препаратов для рептилий.