Д.Б. Васильев, В.С. Швед
Московский зоопарк

В настоящее время описано более 85 видов микобактерий, из которых 41 вид имеет валидный статус и разделяется на два подрода на основании культуральных характеристик in vitro: быстро растущие на простых средах (например, на пептонном агаре) и медленно растущие на комплексных средах, обычно содержащих желток (Rotledge, Stanford, 2000). По клиническим критериям род Mycobacterium разделяют на 4 группы. В первую входят облигатные паразиты, передающиеся контактно восприимчивым животным или человеку. Вторая включает факультативных паразитов, которые могут заражать животных при контакте и одновременно существовать в окружающей среде. В третью группу входит большинство сапрофитных видов, которые при определенных условиях могут становиться оппортунистическими патогенами. Четвертую группу составляют непатогенные сапрофиты. Часть видов первой группы образует так называемый комплекс Mycobacterium tuberculosis (MTC) и вызывают «типичный» туберкулез у восприимчивых животных и человека. Все остальные виды рассматриваются в рамках комплекса MOTT (Mycobacterium other than tuberculosis), который включает часть видов первой группы и комплекс «атипичных» микобактерий, куда попадают все виды второй и третьей групп (Rastogi et al., 2001).

В последнее десятилетие проблема диагностики и  терапии атипичных форм  туберкулеза,  вызываемых  представителями  комплекса MOTT, приобрела  большое  значение  при  лечении  больных  с  синдромами врожденного и приобретенного иммунодефицита, онкологических больных и в  тропической  медицине.  Это  значительно  расширило  представления  об эпизоотологии,  экологии  и  эволюции  микобактерий  и  прежде  всего, отразилось  на  возможностях  диагностики  и  терапии  атипичных  форм туберкулеза  человека.  Эти  новые  возможности  позволили  по-новому взглянуть на туберкулез низших позвоночных и зоопарковских животных.  

После  того,  как  Сибли (Sibley, 1889)  впервые  описал  спонтанный туберкулез  у  обыкновенного  ужа,  павшего  в  Лондонском  зоопарке (всего через 7 лет после того, как Роберт Кох изолировал туберкулезную палочку), было  описано  множество  случаев  спонтанного  и  экспериментально индуцированного туберкулеза у рептилий. В классической работе Brownstein   124(1984)  сообщается  о 8  видах  микобактерий,  изолированных  от  рептилий, включая  M. tuberculosis  и  M. ulcerans.  В  настоящее  время  очевидно,  что заболевание у рептилий способны вызывать только атипичные микобактерии комплекса MOTT. Так, по данным Soldati et al. (2004),  за 10-летний период кислотоустойчивые бактерии были выделены из гранулемных образований у рептилий (N=90) в 15,6% случаев при окраске по Циль-Нильсену и в 25,6% с помощью  ПЦР.  Результаты  секвенирования  ДНК-амплификатов  показали, что  во  всех  случаях микобактерии  относились  к  комплексу MOTT. Список видов,  изолированных  от  рептилий,  постоянно  пополняется  и  сейчас включает:  M. avium, M. intracellulare (комплекс MAC),  M. marinum, M. fortuitum, M. thamnopheos, M. helonae, M. phlei.  В 2002  году  впервые  был описан  случай  легочного  микобактериоза  у  королевского  питона, обусловленного  комплексной  инфекцией  M. haemophilum  и  M. marinum (Hernandez-Divers, Shearer, 2002),  а  в 2007 -  системный  туберкулез  у коробчатой черепахи, обусловленный M. terrae (Noyes et al., 2007). Проблема заключается в сложности определения сапрофитных микобактерий. Видовая идентификация  важна  при  оценке  зоонотического  риска  и  выборе  средств терапии,  так  как  большинство  атипичных  микобактерий  устойчиво  к обычным противотуберкулезным препаратам. 

Патогенез и клиническое течение

Итак, в настоящее время от рептилий выделено 10 видов микобактерий, из которых наибольшее значение имеют: M. avium/intracellulare (комплекс MAC), M. marinum, M. helonae и близкий вид M. fortuitum. В медицине эти же виды микобактерий, наряду с M. ulcerans, M. kansasii и M. asiaticum, доминируют в изолятах и имеют наибольшее значение среди всех возбудителей атипичного туберкулеза человека. Анализ клинических случаев спонтанной и индуцированной инфекции показывает, что основными воротами при заражении рептилий атипичными микобактериями является желудочно-кишечный тракт (Brownstein, 1984). Колонизация бактериями неповрежденной кожи маловероятна, однако прохождение через интактный респираторный или кишечный эпителий у здоровых рептилий описано неоднократно (Marcus et al., 1976; Rhodin, Anver, 1977; Brownstein, 1984). Заражение при ингаляции патогена допустимо, так как поражение исключительно легких у рептилий встречается чаще, чем другие варианты локализованного туберкулеза.

Заболевание может протекать хронически, остро и молниеносно. Последний вариант описан только при экспериментальном заражении (Clark, Shepard, 1963). Острый спонтанный туберкулез у рептилий встречается редко и чаще регистрируется при легочных формах. В других случаях латентно протекающая инфекция может манифестировать в течение 3-7 дней новой симптоматикой (поражение суставов, периферический отек, клоацит). В 125таких случаях патоморфологическая картина характеризуется накоплением гетерофильного экссудата, диффузными очагами казеозного некроза, минимальным количеством макрофагов и отсутствием гигантоклеточной реакции. Микобактерии обнаруживаются в большом количестве в виде внеклеточных палочкообразных и нитчатых форм (фото 1).

туберкулез у рептилий

 Хроническое течение атипичного туберкулеза для рептилий наиболее характерно. При этом во внутренних органах развиваются характерные гистиоцитарные гранулемы с разной степенью организации. При алиментарном туберкулезе наиболее обычна локализация в печени и селезенке, где первичные гранулемы крупные и хорошо организованы. Вторичные гранулемы чаще локализуются в легких, средостении, костной ткани, суставах и подкожной клетчатке. Обычно они мельче и морфологически более зрелые, с хорошо выраженным казеозным ядром (Machicao, LaPlaca, 1954; Montali, 1988). В патогенезе микобактериоза рептилий, как и других позвоночных, транспорт с макрофагами играет определяющую роль. Макрофаги с фаголизосомами, содержащими микобактерий, часто можно наблюдать в зоне очаговых изменений, особенно при поражении суставов (фото 2). 

В патогенезе туберкулеза у рептилий можно выделить две особенности. Во-первых, это частое доминирование генерализованных форм, по сравнению с аналогичной инфекцией у теплокровных, а во-вторых, относительно частая локализация процесса в легких, что не должно быть характерно для животных с низким уровнем метаболизма и относительно небольшой емкостью легких (фото 3). Нам кажется логичным следующее объяснение.

туберкулез у рептилий

Если у теплокровных диссеминированные формы атипичного туберкулеза связаны с выраженной иммуносупрессией, то у рептилий этому может способствовать особенность биохимии макрофагов, имеющих сниженную лизосомальную активность. Таким образом, патоген, выступающий у высших позвоночных только в комплексе оппортунистической инфекции, у рептилий может вызывать генерализованный процесс не только на фоне сниженных иммунных реакций. Является ли генерализованный туберкулез следствием иммуносупрессии при содержании рептилий в неволе, требует дополнительной информации. Далее, кислотоустойчивые и отчасти цитотоксические свойства (способность противостоять ферментам фаголизосом макрофагов и вирулентность) во многом определяются наличием специфических гликолипидов (миколовых кислот, корд-фактора, воска Д) в стенке микобактерий. Наиболее известный из них, ТДМ (трегалоза 6,6`-димиколат), присутствует у всех облигатно-паразитических видов, но неодинаково представлен у бактерий комплекса МОТТ. Для таких видов, как, например, M. fortuitum, было показано, что цитотоксический эффект, характер роста и кислотоустойчивые свойства усиливались в присутствии жирового субстрата. Например, образование специфических гранулем у мышей при экспериментальном заражении происходило только в присутствии жиров (Hunter et al., 2006). M. fortuitum и близкий вид M. helonae в редких случаях вызывают специфическую липоидную пневмонию у людей и собак, и иногда это связано со случайной аспирацией жира в трахею. При легочном туберкулезе у людей происходит аккумуляция двузамещенных 127фосфолипидов, происходящих из легочного сурфактанта. ДТН способен ингибировать фракцию липидов в сурфактанте, снижая поверхностное натяжение в мембранах альвеол и вызывая их коллапс (Couto, Atracho, 2007). У рептилий количество сурфактанта на единицу массы легкого почти в 20 раз выше, чем у млекопитающих (Perry, 1998). Это, по-видимому, отчасти
объясняет высокий процент микобактериальных пневмоний у этих животных. Нами был зафиксирован случай поражения исключительно легких у йеменского хамелеона с синдромом резистентной пневмонии. Микобактерии были изолированы в мазках, окрашенных по Циль-Нильсону, и типированы как M. avium. Цитологическая картина в описываемом и подобных случаях характеризуется накоплением большого количества жировых капель, внутри которых могут находиться микобактерии (фото 4). Капли вызывают, по-видимому, реакцию гетерофилов, так как они часто окружены ими. У млекопитающих наличие жировых капель в легочном экссудате может рассматриваться, как маркер участия M. fortuitum в инфекционном процессе (Bercovier, Vincent, 2001).

Туберкулез у рептилий не имеет патогномоничных симптомов, за исключением нескольких случаев лепрозных форм кожного туберкулеза, описанных Фредериком Фраем у водных черепах (Frye, 1991). Мы наблюдали несколько характерных клинических случаев диссеминированного туберкулеза у триониксов. При осмотре таких животных обращал на себя внимание резко гиперемированный язык и свод глотки. Через несколько дней (недель) отмечалось появление фибринозного налета на стенках клоаки. Микобактерии обнаруживались в мазках, взятых из клоаки и из ротовой полости. В дальнейшем развивался выраженный периферический отек, особенно в области шеи и бедер, и кахексия. Отеки были связаны с проникновением инфекции в печень и вызванными этим портальной гипертензией и гипоальбуминемией. Это коррелирует с данными об атипичном туберкулезе у бокошейной черепахи Phrynops hilari, обусловленном микобактерией M. helonae (Rhodin, Anver, 1977).

Симптомокомплекс и тканевой тропизм при заражении различными видами атипичных микобактерий может несколько отличаться, по крайней 128мере, у людей. Данные, представленные в литературе и полученные в Московском зоопарке, суммированы нами в таблице 1.

Эпизоотологические особенности

Рептилийный туберкулез характеризуется спорадией и в зоопарковских коллекциях не превышает 0,1-0,5% (Brownstein, 1978). В аквариумах, при содержании рыб и амфибий, туберкулез может передаваться между восприимчивыми животными. При этом заболевание протекает в форме эпизоотической вспышки, и число инфицированных особей может достигать 12-41% (Hoop, 1997). В группах рептилий эпизоотические вспышки туберкулеза не характерны, но иногда регистрируются. Так, в зоопарке Милуоки за 14 лет микобактерий выдели у 31,9% поголовья рептилий и типировали, как два генетически отличающихся штамма M. marinum (Maslow et al., 2002). ДНК-дактилоскопический метод показал, что эти индивидуальные штаммы сохранялись в среде в течение всего этого срока и имели зоонотический потенциал.

Заражение здоровых людей атипичными микобактериями возможно, но встречается не часто. При этом микобактерии комплекса МАС и M. kansasii обычно вызывают первичное поражение легких, протекающее сходно с «классическим» туберкулезом, а заражение такими видами, как M. marinum, M. ulcerans и M. helonae связывают с инфекциями кожи и реже суставов. Генерализованные формы инфекции регистрируют исключительно у пациентов с врожденным или приобретенным иммунодефицитом. Атипичный туберкулез человека связывают с факторами среды. Его контактная передача от человека к человеку документально не подтверждена. Соответственно, рептилий можно рассматривать как потенциально опасный резервуар атипичного туберкулеза человека, но практически это маловероятно.

Диагностика

Первичный диагноз атипичного туберкулеза ставят на основании клинической и патоморфологической картины (наличие характерных гистиоцитарных гранулем), который подтверждают, изолируя микобактерии в мазках, окрашенных различными кислотоустойчивыми модификациями, и в культуре. Типируют микобактерии по характеру роста, сумме биохимических свойств, хромогенному эффекту и вирулентности к лабораторным животным. Мазки для окраски обычно берут из очагов поражения. Поскольку у рептилий наиболее частой формой является системный туберкулез алиментарного происхождения, микобактерии обычно колонизируют ЖКТ и в значительном количестве выявляются в мазках кала и пристеночной слизи, часто в виде массивных скоплений и нитчатых форм. Транзиторные микобактерии встречаются в гораздо меньшем количестве и обычно представлены мелкими колониями или единичными внеклеточными 129формами. В очагах поражения наличие внутриклеточных микобактерий можно считать четким маркером реализованного инфекционного процесса. Что касается патоморфологической картины, то у низших позвоночных наличие гранулемных образований может сопровождать любую гнойную инфекцию и не является патогномоничным маркером внутриклеточного инфекционного агента. Отличить зрелую гетерофильную гранулему от гистиоцитарной не всегда возможно. В случае хронических гранулем многозвеньевой патогенез маскирует первичные изменения. Кроме того, микобактерии могут образовывать как внутри-, так и внеклеточные формы и во втором случае обнаруживаются во вполне типичных гетерофильных гранулемах.

По культуральным свойствам около половины рептилийных микобактерий, таких как M. fortuitum, M. thamnopheos, M. helonae, M. phlei, попадают в группу быстро растущих (группа IV по классификации Раниона), а остальные, такие как M. avium, M. intracellulare (комплекс MAC), M. marinum, в группу медленно растущих фотохромогенных (группа I по Раниону).

Современные экспресс-методы идентификации атипичных микобактерий в основном включают ПЦР с рестрикционным анализом и газовую хромотографию миколовых кислот. Серологические тесты обладают низкой чувствительностью и специфичностью. При этом для идентификации основных возбудителей туберкулеза человека, КРС и птиц используют «классический» метод секвенирования гена 16S-рибосомальной РНК. Из видов, потенциально патогенных для рептилий, это позволяет выявить только M. avium. Для идентификации быстро растущих микобактерий используют частичное секвенирование гена hsp 65. Это менее распространенный метод, основанный на использовании коммерчески доступных праймеров М65-Мусо, однако он позволяет типировать микобактерий только в комплексе M. helonae-fortuitum-abscessus, но не других, например, M. marinum или M. thamnopheos. Несмотря на то, что сейчас геном большинства видов микобактерий расшифрован (Alexander, Liu, 2007), типирование изолированных от рептилий микобактерий не является рутинной процедурой и связано с комплексным процессом ПЦР-амплификации, последующим рестрикционным анализом и секвенированием.

Таким образом, если возникает подозрение на туберкулез у рептилий (образование гранулем, упорные резистентные инфекции, синдром изнурения), первичный диагноз можно ставить на основании позитивных мазков кишечного содержимого, окрашенного по Циль-Нильсону, Файту или аурамином. Затем микобактерий изолируют в культуре, а для выявления более медленно растущего M. avium часть материала следует отправить на 130ПЦР по стандартному протоколу (для выявления M. tuberculosis-bovis-avium) в сертифицированную лабораторию.

Терапия

Лечение атипичного туберкулеза (выбор химиопрепарата и длительность курса) зависит от видовой принадлежности микобактерий, штаммовых характеристик и тяжести процесса. Большинство атипичных микобактерий резистентно к изониазиду и иногда к другим противотуберкулезным препаратам I ряда. Относительно более восприимчивым к терапии можно считать микобактерий комплекса МАС, из наиболее резистентных – M. helonae. Для терапии атипичного туберкулеза в медицине обычно используют антибиотики нескольких групп и их комбинации. В основном это группа рифампицина, тетрациклины, современные макролиды, фторхинолоны, реже аминогликозиды и триметоприм-сульфа. Данные о лечении туберкулеза рептилий в литературе представлены очень скудно. В основном делались попытки лечения с помощью амикацина и энрофлоксацина, что оказывало лишь временный эффект (Noyes et al., 2007; Hernandez-Divers, Shearer, 2002). Нами была разработана схема с использованием противотуберкулезных препаратов I ряда (рифампицин 10 мг/кг внутрь каждые 24 часа; изониазид 10 мг/кг, в/м, каждые 48 часов; витамин В6 10 мг/кг, в/м, каждые 96 часов), позволившая в случае туберкулеза ЖКТ у трионикса добиться частичной ремиссии на срок 1,5 лет. Длительность курса составила 40 дней.

Другие комбинации, предлагаемые здесь (таблица 2), основаны на данных, опубликованных в медицинской литературе, а дозы и схемы терапии, рекомендованные для рептилий, рассчитаны методом аллометрического скейлинга (Васильев, 2005) и в некоторых случаях применялись нами в клинической практике. Для лечения неидентифицированного туберкулеза целесообразно применять схему: рифампицин 10 мг/кг, кажд. 24 ч, кларитромицин 15 мг/кг, кажд. 48 ч, энрофлоксацин 10 мг/кг, кажд. 48 ч, нистатин 100000 МЕ/кг, кажд. 24 ч.

Список литературы

Васильев Д.Б. 2005. Ветеринарная герпетология: ящерицы. М. «Проект-Ф» C. 430 - 444.
Alexander D.C., Liu G. 2007. Mycobacterial genomes. In: Chan V., Sherman P., Bourke B.(eds) Bacterial genomes and infectious diseases. Humana Press. P. 151 - 174.
Bercovier H., Vincent V. 2001. Mycobacterial infections in domestic and wild animals due to Mycobacterium marinum, M. fortuitum, M. chelonae, M. porcinum, M. farcinogenes, M. smegmatis, M. scrofulaceum, M. xenopi, M. kansasii, M. simiae and M. genavense. // Revue scientifique et  technique. V. 20(1). P. 265 - 290.
Brownstein D.G. 1978. Reptilian mycobacteriosis. In: Montali R.J. (ed.) Mycobacterial infections of zoo animals. Smithsonian Inst. Press. P. 97 - 109.
Brownstein D.G. 1984. Mycobacteriosis. In: Hoff G.L. Frye F.L., Jacobson E.R. (eds). Diseases of amphibians and reptiles. Plenum Press. London, New York. P. 1 - 24.
Clark H.F., Shepard C.C. 1963. Effect of inveronmental temperature on infection with Mycobacterium marinum (balnei) of mice and a number of poikilothermic species. // J. Bacteriol. V. 86. P. 1057 - 1069.
Couto S.S., Atracho C.A. 2007. Mycobacterium fortuitum pneumonia in a cat and role of lipid in the pathogenesis of atypical mycobacterial infections. // Vet. Pathol. V. 44. P. 543 - 546.
Frye F.L. 1991. Biomedical and Surgical aspects of captive reptile husbandry. // Krieger Publishing Company. V. 1. P. 133-136. 132
Hernandez-Divers S., Shearer D. 2002. Pulmonary mycobacteriosis caused by Mycobacterium haemophilum and M. marinum in a Royal python. // JAVMA. V. 220(11). P. 1161 - 1163.
Hoop R. 1997. Public health implications of exotic pet mycobacteriosis. // J. Exotic Pet Medicine. V. 6(1). P. 3 - 8.
Hunter R.L., Olsen M., Jagannath C., Actor J.K. 2006. Trehalose 6,6’-dimycolate and lipid in the pathogenesis of caseating granulomas of tuberculosis in mice. // Am. J. Pathol. V. 168. P. 1249 - 1261.
Machicao N., La Placa E. 1954. Lepra-like granulomas in frogs. // Lab. Invest. V. 3. P. 219 - 227.
Marcus L.C., Stottmeier K.D., Morrow R.H. 1976. Experimental alimentary infection of the anole lizard (Anolis carolinensis) with Mycobacterium ulcerans. // Amer. J. Trop. Med. Hyg. V. 25. P. 630 - 632.
Maslow J., Wallace R., Michaels M., Foskett H., Maslow E., Kiehlbauch J. 2002. Outbreak of Mycobacterium marinum infection among captive snakes and bullfrogs. // Zoo Biol. V. 21(3). P. 233 - 241.
Montali R.J. 1988. Comparative pathology of inflammation in the higher vertebrates (reptiles, birds and mammals). // J. Compar. Pathol. V. 99(1). P. 1 - 26.
Noyes H., Bronson E., Deem S., Sanchez C., Murray S. 2007. Systemic Mycobacterium terrae infection in an Eastern box turtle, Terrapene carolina carolina. // JAVMA. V. 17(3). P. 138 - 141.
Perry S.F. 1998. Lungs: comparative anatomy, functional morphology and evolution In: Gans C., Gaunt A.C. (eds). Biology of the Reptilia. V. 19. Morphology-G. Soc. Study Ampg. Rept., St. Louis. P. 1 - 92.
Rastogi N., Legrand E., Sola C. 2001. The mycobacteria: an introduction to nomenclature and pathogenesis. // Rev. Sci. Tech. V. 20. P. 21 - 54.
Rhodin A., Anver M. 1977. Mycobacteriosis in turtles: cutaneous and hepatosplenic involvement in a Phrynops hillari. // J.Wild Dis. V. 13. P. 180 - 183.
Rotledge C., Stanford J. 2000. Survey of the development of the genus Mycobacterium, in the ecology of micobacteria. Kluwer Academic Publishers. P. 6 - 9.
Sibley W.K. 1889. Uber tuberkulose bei wirbelthieren. // Arch. F. Pathol. Anat. V. 116. P. 104 - 115.
Soldati G., Lu Z.H., Vaughan L., Polkinghorne A., Zimmermann D., Huder J., Pospischil A. 2004. Detection of Mycobacteria and Chlamydiae in granulomas inflammation in reptiles: a retrospective study. // Vet. Pathol. V. 41. P. 388 - 397.