Р.Я. Гильмутдинов1, А.А. Никитина2

1ФГБОУ ВПО «Казанская государственная академия ветеринарной медицины им. Н.Э. Баумана», Казань

2Муниципальное бюджетное образовательное учреждение дополнительного образования детей «Смоленский зоопарк», Смоленкс, Россия

Разработка методов взятия крови у рептилий имеет большое прикладное значение: например по уровню тестостерона в сыворотке крови можно идентифицировать пол животного. Между тем выявление сосудов, из которых можно было бы безопасно получать кровь, часто является большой проблемой. У пресмыкающихся полного разделения артериальной и венозной крови не происходит, оба эти потока смешиваются в дорзальной аорте (Гильмутдинов и др., 2005). При заборе крови у водных рептилий, как и у рыб, необходимо участок, используемый для пункции, высушивать - в противном случае образцы могут гемолизироваться и контаминироваться. Из всех рептилий достаточно сложно без применения седативных средств фиксировать змей, наименьшую же трудность представляет венопункция ящериц. Обычно животное фиксируется руками одним ассистентом, хотя при работе с крупными видами для этого требуется 2 или даже 3 человека (Samour et al., 1984).

Многие методы забора крови вызывают ее загрязнение (разбавление) лимфой или тканевой жидкостью, при этом некоторые биохимические показатели изменяются значительно. Так, содержание калия и фосфора в плазме может увеличиться в 2 раза, уровень креатинфосфокиназы - более чем в 10 раз, содержание кальция и глюкозы падает в 1,5-2 раза. При разбавлении крови лимфой резко снижаются общий белок, гематокритное число и количество эритроцитов. В случае тканевой жидкости возрастают количества лейкоцитов, уровень АСТ и мочевой кислоты.

В среднем, по данным Валлаха (Wallach, 1969), объем крови пресмыкающихся составляет относительно массы тела у змей 5-7,3%; у черепах - 3,8-7,8%; у ящериц - 4,77,3% и у крокодилов - 4,4-6,1%. Согласно другим данным, эта цифра равняется у черепах - 4,7-12%, у агамы туркестанской - 8,3% (3,8-11,8%), у ящерицы обыкновенной -5,0% (3,4-6,4%), желтопузика (Pseudopus apodus) - 5% (3,4-6,6%) и у степного удава -5,8% (3,9-7,2%) (Коржуев и др., 1957; и др.). По мнению Кармено-Суэро (Carmena-Suero et al., 1979), у кубинских крокодилов (C. rhombifer) полный объем крови составляет около 4 мл на 100 г массы тела.

Сведения об участках для сбора крови имеют также диагностическое и терапевтическое значение для специалистов, обеспечивающих ветеринарное обслуживание этих животных. Сейчас накопилась значительная литература по данному вопросу. Известный спектр участков тела, используемых для забора крови у рептилий намного шире, чем у земноводных. Традиционной для рептилий является кардиопункция (Blaxhall and Daisley, 1973; и др.). При всех своих преимуществах этот метод, позволяющий получать адекватные образцы крови, опасен, требует высокой точности выполнения и, при отклонении от него может вызвать либо контаминацию образцов жидкостями грудной и плевральной полостей, либо гибель животного (Samour et al., 1984). В некоторых случаях данная процедура может привести к тампонаде сердца (Bush and Smeller, 1978; и др.). Забор крови из сердца осуществляли у американского аллигатора (Alligator mississippiensis), кубинских (Crocodylus rhombifer), гребнистых (C. porosus) и австралийских узкорылых крокодилов (C. johnstoni).

У ящериц при кардиопункции операционные процедуры излишне длительны и громоздки, что существенно при проведении исследований в полевых условиях. Кроме того, у варанов и игуан возможна тампонада сердца. Тем не менее, именно кардиопункцией осуществляют забор крови у различных представителей семейств Agamidae, Cordylidae, Lacertidae и Varanidae.

Кардиопункция активно используется в экспериментах с сухопутными, пресноводными и морскими черепахами. Необходимо отметить, что сердце черепах, в сравнении с другими пресмыкающимися, менее совершенно, и уже в нем имеет место некоторое смешение оксигенированной и неоксигенированной крови, т.е. в итоге мы получаем смешанную кровь. Считается, что взятие 2-3 мл крови не приносит заметного вреда черепахам. Приемы кардиопункции у черепах отличает разнообразие. Так, Батра и др. (Batra et al., 1995) вводили в желудочек сердца иглу длиной 5 см 32 калибра через основание левой передней конечности. Фрай (Frye, 1973) получал образцы крови через отверстие размером около 2 мм, просверленное в пластроне над (под) сердцем, которое, после взятия крови, пломбировалось эпоксидной резиной.

Предложенную Тигелем (Tiegel, 1880) методику кардиопункции у змей позже использовали Олсон и др. (Olson et al., 1975), Сеймор и др. (Samour et al., 1984) и др. При этом змея лежит на брюхе, и расположение сердца определяется по биению - 25-30% расстояния от носа до анального отверстия.

Многие исследователи используют для получения крови у рептилий хвостовой участок. Широко распространено взятие крови при отсечении или разрезе кончика хвоста у черепах (Rosskopf, 1982), змей, мелких ящериц и крокодилов (Olson et al., 1975 и др.). Ампутация хвоста позволяет получить нужное для гематологических и биохимических исследований количество крови, однако результаты при этом не совсем надежны. Так, исказить получаемые результаты при данной процедуре может активация свертываемости крови. Кроме того, происходит контаминация образцов крови тканевыми жидкостями и дебрисом.

Более адекватна пункция хвостовой (точнее, вентральной хвостовой) вены, расположенной на вентральной стороне копчикового позвонка. Вследствие доступности она наиболее востребована из периферических сосудов, используемых при работе с рептилиями. Таким способом осуществляли и рекомендуют осуществлять забор крови у змей (Alleman et al., 1999; Bush and Smeller, 1978), ящериц, крокодилов и кайманов (Заволока, 1990; Hemmerling and Ambrosius, 1971; Gorzula et al., 1976; Samour et al., 1984; и др.), черепах (Powell et al., 1992). Количество крови обычно бывает достаточным для иммунологических, гематологических и других исследований.

Применительно к змеям (а именно Pituophis melanoeucus catenifer и Elaphe obso-leta) рассмотренная методика, по мнению Буша и Смеллера (Bush and Smeller, 1978), относительно проста, непродолжительна и не требует анестезии. Между тем, нет единого мнения о возможности кратного использования данной процедуры у змей. Иногда (Alleman et al., 1999) считают, что она позволяет осуществлять повторный забор крови, хотя зачастую искажает картину крови, тогда как Буш и Смеллер (Bush and Smeller, 1978) эту возможность отрицают в принципе. Малая насыщенность хвоста сосудами и их мельчайшие размеры ограничивают объем получаемой крови, образцы чаще гемолизируются. Кроме того, эта процедура, даже при соблюдении правил асептики, достаточно часто вызывает локальное, иногда переходящее в септическое, воспаление. Может возникать проблема при работе с самцами змей из-за травматизации иглой гемипениса (один из парных копулятивных органов у ящериц и змей). Обычно используют вентральную сторону хвоста примерно в 5 см сзади анального отверстия.

В опытах с крокодиловым кайманом игла вводится по средней линии между какой-либо парой проксимальных рядов брюшных хвостовых чешуек. Метод позволяет

получить 5 мл крови в течение 15-20 с, оптимален при изучении свертывающей системы и сравнительных исследованиях, поскольку при этом освобождаются лишь незначительные количества тромбопластина (Gorzula et al., 1976).

У отдельных сухопутных видов черепах (Geochelone carbonaria и G. sulcata) наличие значительного пространства между пластроном и щитком особенно затрудняет взятие крови из-за сложностей, возникающих при вытаскивании хвоста и фиксации его для венопункции. Данная проблема обостряется при работе с самками, хвост которых короче, чем у самцов (Samour et al., 1984). У балканской черепахи (Testudo hermanni) хвостовая вена вообще не обнаруживается, и при дорзальной пункции хвоста исследователь вводит иглу во внутрипозвоночный синус.

Для взятия крови у галапагосских (Chelonoidis elephantopus) и сейшельских (Megalochelys gigantea) гигантских черепах Рихтер и др. (Richter et al., 1977) использовали дорзальную латеральные копчиковые вены, проходящие соответственно по дорзальной и дорзолатеральной сторонам копчикового позвонка. Иногда удавалось собирать до 3 мл крови у редкого вида крупных (до 45 кг массы) и агрессивных грифовых черепах (Macroclemys temminckii) пункцией иглой и шприцем в пространство между 4 и 5 отростками хвостовых позвонков (Powell et al., 1992).

Эсра и др. (Esra et al., 1975) получали кровь у зеленой игуаны (Iguana iguana), полосатого варана (Varanus salvator) и комодского дракона (Varanus komodoensis) из крупных артерии и вены на вентральной поверхности позвонков хвостового участка. Даже если проколы осуществлялись поблизости от искомых сосудов, до 10 мл крови можно было получить относительно легко, причем без тампонады сердца - частого спутника кардиопункции. Ни у варанов, ни у игуан послеоперационных осложнений не отмечалось. Сеймур и др. (Samour et al., 1984), изучив расположение поверхностных кровеносных сосудов у 38 видов из различных семейств, предлагают для взятия крови использовать у ящериц, змей и крокодилов хвостовую вену.

Для единовременного забора больших объемов крови (при получении сыворотки, плазмы, лейкоконцетрата и т.д.) применяют метод декапитации (отсечения головы). Таким образом, например, получали кровь для гематологических и биохимических исследований у змей и среднеазиатской черепахи (Testudo horsfieldii). Между тем варианты, предполагающие убой животных с целью сбора крови, применительно к крупным рептилиям недопустимы из-за малочисленности, как правило, их популяций. Кроме того, при декапитации определенное влияние на гематологические показатели могут оказать жидкости респираторного и желудочно-кишечного трактов.

У черепах, особенно сухопутных видов, для пункции предпочтительна яремная вена, хотя сложность взаимодействия с животным часто затрудняет ее использование. Между тем пункция данной вены, которую можно осуществлять под визуальным контролем, в отличие от других методик не вызывает загрязнения крови лимфой или тканевой жидкостью, значительно изменяющего некоторые биохимические показатели. Яремную вену использовали для взятия крови у галапагосских и сейшельских гигантских черепах. У ящериц и крокодилов пункцию ее осуществить невозможно.

Предлагается собирать кровь из орбитального синуса у ящериц, змей и черепах. При этом капиллярной трубкой прокалывается конъюктивальная мембрана между глазными яблоком и впадиной. Для кайманов этот участок неприемлем для сбора крови из-за наличия у них, как и у птиц, жестких мигательных перепонок. Для сбора крови у черепах и змей используется также аорта. Кроме того, у черепах кровь получают из плечевой вены и вены лопатки; постоксипитального и копчикового синусов, кардио-центеза, подмышечного (axillary) синуса, лежащего поверхностно и медиально к легко пальпируемому большому сухожилию, подошвенной стороны (plantar aspect) бедра и бедренного венозного сплетения, лежащего в глубине и каудолатерально к бедренной и большеберцовой костям, но невозможно осуществлять пункцию брюшной (abdominal ventral) и головной (cephalic) вен.

Предложенные Олсон и др. (Olson et al., 1975) пункции глазничной, сонной и седалищной артерий в настоящее время не используются из-за малого количества получаемой крови, недостаточного для гематологических исследований. Широко распространено взятие крови при отрезании пальцев конечностей (когтей) у представителей различных отрядов (за исключением, естественно, змей) рептилий, однако эта процедура всегда связана с контаминацией образцов крови тканевыми жидкостями и дебрисом.

Известно наличие большого количества вен в ротовой полости змей. Олсон и др. (Olson et al., 1975) впервые использовали их (2 небные вены и 2 вены располагались на каждой стороне надгортанника и трахеи) для сбора крови у нескольких видов змей. В последующем этот метод модифицировали (Rosskopf et al., 1982) для забора крови у обыкновенного удава (Boa constrictor) и 3 видов питонов (Python reticulatus, P. regius и P. molurus). Они использовали 2 вены, расположенные на верхней части рта внутри рядов зубов, и 2 вены, располагавшиеся по обе стороны трахеи. При этом, однако, были получены очень незначительные количества крови, достаточные только для микрогематологического анализа.

Соколина и соавторы (1997) также рекомендуют брать кровь у рептилий, в частности змей, из поверхностно лежащих сосудов, например расположенной в полости рта верхнечелюстной вены. Данная техника позволяет осуществлять забор крови многократно, с интервалом между процедурами 10-14 сут., и разовый объем получаемой при этом пробы составляет от 0,2 до 2,5 мл, т.е. 37% всей циркулирующей крови. Однако, широко используемая для пункции у змей небная (palatine) вена у других рептилий недоступна.

Иногда кровь у змей собирают под анестезией, делая надрез размером 3 см сзади сердца на полой вене (v. cava). Достоинством данной методики является возможность повторения процедуры и получения большого количества (обычно от 0,5 до 1,5 мл, а от крупных змей - и больше) как венозной, так и артериальной крови, что может быть использовано в сравнительных опытах. К недостаткам следует отнести необходимость анестезии и хирургического вмешательства - процедура более продолжительная, нежели общепринятые.

По мнению Маклиин и соавторами (McLean et al., 1973) для полевых условий получение крови канюлированием, связанное с проведением операционных процедур, зачастую излишне длительно и громоздко. Тем не менее катетеризацию осуществляли Хоппинг (Hopping, 1923) для взятия крови у аллигатора; Якобсон и Ходге (Jacobson and Hodge, 1980) - для ежедневного забора крови у водяных змей.

У мелких крокодилов для сбора крови используют также дорзальный позвоночный синус, однако при этом высока вероятность случайного попадания в субарахноидальное пространство. Гэбэл и Сперле (Goebel and Spoerle, 1991) предлагают брать кровь у балканской черепахи из внутрипозвоночного синуса.

Ланц (Lance: цит. по Samour et al., 1984) брал кровь у американского аллигатора из височной вены, расположенной под аналогичной мышцей на дорзолатеральной стороне головы. Пух (Pough, 1977) для забора крови у мелких ящериц (всего 51 вид) использовал разрез каротидных артерий.

Список литературы

1. Гильмутдинов Р.Я., Ильязов Р.Г., Иванов А.В. Сравнительная гематология животных. Казань: Фэн, 2005. 287 с.

2. Заволока А.А. Методические рекомендации по проведению гематологических исследований у экзотических животных. Харьков, 1990. 54 с.

 Современная герпетология: проблемы и пути их решения
Первая международная молодежная конференция герпетологов России и сопредельных стран
25-27 ноября 2013 г.